ALTERACIONES MOLECULARES DE LAS LESIONES TISULARES INDUCIDAS POR LA HIPERGLUCEMIA CRÓNICA

Artículo completo
Introducción

El aumento en la incidencia y prevalencia de la diabetes mellitus a nivel mundial plantea un grave problema de salud. A principios de siglo, la cifra estimada de personas afectadas era de 150 millones y se espera que se duplique para el 2025.¹ En Latinoamérica y el Caribe la apreciación fue de 13 millones durante el 2000, augurando un aumento del 148% para el 2030,² con mayor prevalencia en Brasil, México y Argentina, con 4.5, 2.2 y 1.4 millones, respectivamente. El registro de mortalidad por diabetes en esta región fue de 40 000 enfermos y, en el mundo, de 987 000 en el 2000, datos que pueden subestimar la magnitud del problema, dado que las defunciones debidas a las complicaciones de la diabetes frecuentemente se atribuyen a afecciones cardiovasculares o renales.³ Estas cifras alarmantes se asocian con cambios en la alimentación y disminución de la actividad física, hábitos que también conducen a incrementar la incidencia de la enfermedad, obesidad e intolerancia a la glucosa en adolescentes.

La diabetes mellitus incluye diferentes trastornos metabólicos resultantes de alteraciones en la secreción de insulina, en la respuesta periférica a ella o en ambas, cuya característica distintiva es la hiperglucemia crónica. Se han descrito cuatro variantes de la enfermedad,⁴ la diabetes tipo 1 y tipo 2 son las más frecuentes. En la primera, la destrucción de las células beta pancreáticas hace que la producción de insulina sea nula o insignificante. La segunda incluye alrededor del 90% de los casos y se debe a la resistencia de los tejidos periféricos a la acción de la insulina,⁵ como resultado de alteraciones en su unión al receptor o de eventos bioquímicos desencadenados por ello.

El conocimiento del origen de las complicaciones crónicas propias de la diabetes contribuirá al mejor manejo de la enfermedad. Se considera que la hiperglucemia crónica es su principal factor causal, aunque el exceso de ácidos grasos libres y el incremento en las concentraciones sistémicas de diversas citocinas, factores de crecimiento y angiotensina II contribuye también en forma importante. Las complicaciones resultan de reacciones químicas y cambios en el metabolismo causados por la alta concentración de glucosa en los tejidos. Considerando lo anterior se postularon cinco mecanismos principales que las causan:^6,7 glucación,^8,9 mayor flujo por las vías del sorbitol,¹⁰ y de las hexosaminas,¹¹ activación de proteína cinasa C,¹² y estrés oxidativo.^13,14 Cada uno de ellos merece especial atención y será tratado en esta revisión, poniendo énfasis en sus consecuencias en la expresión genética, en gran medida, responsable del daño tisular.

Fisiopatología de las complicaciones

Las complicaciones de la diabetes pueden ser agudas o crónicas. Las primeras (cetoacidosis o coma hiperosmolar) son poco frecuentes como manifestación inicial de la enfermedad y comúnmente el paciente se identifica cuando presenta algunas complicaciones crónicas. Estas últimas se clasifican en microvasculares y macrovasculares. Las primeras se asocian con daño en el endotelio y músculo liso de capilares o vasos de pequeño calibre, lo que da lugar al engrosamiento de sus membranas basales, lo que lleva a angiopatía oclusiva, hipoxia y daño tisular, y se manifiestan como nefropatía, retinopatía y neuropatía. La magnitud de este tipo de complicaciones se correlaciona con la gravedad y duración de la hiperglucemia. Así, niveles posprandiales de glucosa superiores a 11 mM se asocian con complicaciones renales, retinianas y neurológicas que pueden manifestarse cinco o diez años después de iniciada la enfermedad.^15,16

Las complicaciones macrovasculares¹⁷ son las más comunes y una de las principales causas de muerte en la diabetes tipo 2, e incluyen aterosclerosis y enfermedad isquémica del corazón. La asociación de aterosclerosis con hiperglucemia no es consistente; en cambio, la hiperglucemia posprandial y la concentración sérica de insulina predicen mejor el riesgo de aterosclerosis.¹⁸ El paciente diabético presenta mayor riesgo de dislipidemia y enfermedades cardiovasculares, tiene dos a cuatro veces más probabilidades de sufrir infarto del miocardio y trastornos asociados con aterosclerosis.

Las complicaciones inducidas por la hiperglucemia se originan por cambios químicos y funcionales de macromoléculas, alteración en la expresión genética y disfunción endotelial, conducentes a un estado profibrótico, proinflamatorio y procoagulante.¹⁹ En el endotelio hay aumento en la liberación de factores procoagulantes y desequilibrio en la producción de sustancias vasoactivas, con menor formación de vasodilatadores (óxido nítrico) y mayor liberación de vasoconstrictores (endotelina 1), lo que lleva a fallas hemodinámicas y favorece la aterosclerosis y la hipertensión. En diversos tejidos aumenta la expresión del inhibidor del activador del plasminógeno 1 (PAI-1), proteínas de matriz extracelular, citocinas y factores del crecimiento, incluyendo el factor de necrosis tumoral alfa (FNT-α) y los factores de crecimiento vasculo-endotelial (VEGF) y transformante beta (TGF-β), las consecuencias de lo anterior dependen del lugar donde esto ocurre. La sobreproducción del VEGF en la retina ocasiona ruptura de la barrera de permeabilidad vascular, migración de leucocitos, inflamación y neovascularización patológica y, como consecuencia, retinopatía diabética proliferativa, una de las causas principales de ceguera.²⁰

La mayor producción de proteínas de matriz extracelular (fibronectina, laminina y colágeno tipo IV), PAI-1 y TGF-β (factor profibrótico) promueve la acumulación de matriz extracelular y lleva al engrosamiento de la membrana basal de capilares sanguíneos en glomérulos y retina,²¹ y la expansión de la matriz mesangial en el riñón, responsable del desarrollo de la nefropatía diabética. Contribuye también la inhibición, por PAI-1, de la cascada proteolítica involucrada en la degradación de la matriz extracelular.En ocasiones, el balance entre proteasas y sus inhibidores favorece la degradación de la matriz extracelular, ya que la hiperglucemia aumenta directa o indirectamente la expresión de metaloproteinasas de matriz extracelular, lo que da origen a alteraciones histológicas de los grandes vasos y aumenta el riesgo de ruptura de la placa aterosclerótica.²²

Mecanismos inductores de las complicaciones

Glucación

A pesar de que ya en 1912 Maillard describió el proceso de glucación en los alimentos, cinco décadas más tarde se encontró la primera proteína glucada in vivo, la hemoglobina A_1C, uno de los mejores marcadores del control de la glucemia a largo plazo.²³

La glucación involucra una serie de reacciones no enzimáticas que se inician con la condensación de los grupos carbonilo de los carbohidratos con grupos amino, en las proteínas el ε-amino de la lisina y amino terminal, formando una base de Schiff, que por rearreglos moleculares reversibles, forma productos tempranos de glucación o de Amadori. Estos, por deshidratación, oxidación y fragmentación, originan los primeros productos de glucación avanzada (AGE) (carboximetil-lisina) y α-dicarbonilos o α-oxoaldehídos, como: 3-desoxiglucosona,metilglioxal y glioxal, que al reaccionar con un grupo guanidino originan AGE derivados de la arginina,²⁴ o al combinarse simultáneamente con dos aminoácidos básicos constituyen puentes cruzados que influyen en la agregación proteica.²⁵ La glucación intracelular depende de ellos debido a que también se forman a partir de triosas-fosfato (Cuadro 1).

Las especies reactivas de oxígeno (ERO) originan compuestos similares a los AGE. La acción combinada de estrés oxidativo y glucación es aun más dañina y se conoce como glucooxidación, que se amplifica por productos de lipoperoxidación, como malondialdehído y glioxal.^26,27

Los AGE son muy estables y modifican proteínas plasmáticas, intracelulares (citoesqueleto, histonas), mielina y de la matriz extracelular; afectan estructuras susceptibles, como la pared arterial, mesangio, glomérulos renales, vasculatura retiniana, cristalino, perineurum y fibras nerviosas.²⁸ La acumulación de AGE crea pérdida de elasticidad y funcionalidad de la matriz extracelular o una respuesta inflamatoria por el reclutamiento de macrófagos.

Los AGE interactúan con receptores en la superficie celular,²⁹ entre otros, RAGE, oligosacaril-transferasa (AGE-RI), fosfoproteína 80K-H (AGE-R2), galectina-3 (AGE-R3), megalina y receptores carroñeros (scavenger) (ScR-II y CD369).^30,31 Con excepción del primero, conducen a endocitosis y degradación de sus ligandos y su deficiencia favorece la acumulación de AGE y el daño tisular.^29,30 La activación de RAGE desencadena mecanismos de señalización mediados por la NADPH oxidasa y ERO. También agiliza la respuesta inflamatoria al estimular la proliferación de macrófagos y músculo liso arterial y aumentar la expresión de citocinas proinflamatorias y PAI-1. En los macrófagos, estimula la producción de interleucina 1 (IL-1) y FNT-α, mientras que en los glomérulos renales induce la síntesis de colágeno tipo IV, asociada con glomeruloesclerosis.^29,30

Al ligarse RAGE con citocinas proinflamatorias S100 o calgranulinas, anfoterina, transtiretina, y péptido amiloide beta, se piensa que participa en la propagación de mecanismos proinflamatorios en respuesta al daño tisular. Debe señalarse que las calgranulinas están aumentadas en los tejidos del paciente diabético.^29,30,32

En la circulación se identificó una variante soluble de RAGE, llamada RAGE endógeno secretor (esRAGE), que actúa como un señuelo evitando que se active el receptor de membrana. Se produce en el endotelio vascular y pericitos, probablemente su expresión está relacionada con diferencias individuales en la susceptibilidad para desarrollar complicaciones.^33,34 La administración de RAGE soluble evita las complicaciones diabéticas en animales de experimentación,²⁹ por lo que puede emplearse esRAGE, o bien un péptido derivado, como agente preventivo.

No obstante, los AGE son removidos principalmente hasta que las proteínas son degradadas, su concentración se regula por:^35-37

a. oxoaldehído reductasa y aldosa reductasa dependientes de NADPH, que remueven sus precursores α-dicarbonilos;

b. el sistema de glioxalasas I y II, que metabolizan metilglioxal en presencia de glutatión;

c. transglucación o transferencia del azúcar de las bases de Schiff a un nucleófilo intracelular, principalmente glutatión;

d. degradación de productos de Amadori por amadoriasas, como la fructosamina oxidasa y la fructosamina 3 cinasa.

Las amadoriasas podrían no ser benéficas al generar α-dicarbonilos glucantes, mientras que la transglucación puede explicar diferencias individuales y tisulares en el almacenamiento de AGE y, por lo tanto, diferencias en la susceptibilidad al daño causado por ellos.

Estrategias dirigidas contra la acumulación y acción de AGE pueden prevenir las complicaciones diabéticas, entre ellas:

- remoción de triosas-fosfato precursoras de α-dicarbonilos. La tiamina (vitamina B₁) o la benzotiamina aumentan la actividad de la transcetolasa, que convierte el gliceraldehído-3-fosfato en azúcares, evitando la formación de AGE,^7,38,39 previniendo la microalbuminuria y retinopatía en ratas diabéticas;³⁷

- bloqueo de dicarbonilos por aminoguanidina, piridoxamina (intermediario de vitamina B₆) y metformina. Si bien la aminoguanidina es tóxica, la piridoxamina se encuentra en estudios clínicos de fase II y es muy prometedora por carecer de toxicidad.³⁰ La metformina es empleada como sensibilizante a la insulina;⁴⁰

- bloqueo de los productos de Amadori por amadorinas, como la piridoxamina;

- ruptura de los puentes cruzados mediante agentes como PTB (bromuro de N-fenaciltiazolio) y ALT-711 [cloruro de 4,5-dimetil-3-(2-oxo-2-feniletil)-tiazolio].³⁰

Vía del sorbitol

En órganos y tejidos, cuya captación de glucosa no requiere insulina y en los cuales se presentan las complicaciones crónicas (riñón, retina, cristalino, corazón y sistema nervioso), la glucosa a altas concentraciones se metaboliza por la vía del sorbitol o de los polioles. En ella, la glucosa es transformada por acción secuencial de las enzimas aldosa reductasa (AR) y sorbitol deshidrogenasa (SDH). La primera la reduce irreversiblemente a sorbitol y requiere NADPH como coenzima. Esta enzima controla la vía y es activada por concentraciones altas de glucosa.⁴¹ La segunda convierte el sorbitol en fructosa con formación de NADH. Ambas reacciones repercuten en las complicaciones diabéticas, tanto por la acumulación de sorbitol, fructosa y NADH, como por la baja disponibilidad de NADPH.

Como el NADPH es requerido para la actividad de la óxido nítrico sintasa, NADPH oxidasa, glutatión reductasa y catalasa, su agotamiento conduce a deficiencia de los sistemas antioxidantes dependientes del glutatión y de la catalasa y a la baja disponibilidad de óxido nítrico. Para que el glutatión realice su acción como principal antioxidante intracelular es indispensable que se regenere su forma reducida⁴² (GSH) por acción de la glutatión reductasa. De igual manera, la activación de la catalasadepende de NADPH.⁴³

Figura 1. Repercusión del aumento de fructosa en la relación NADH/NAD+ y la vía glucolítica. Posteriormente serán parte de los sustratos que originen las complicaciones crónicas en la diabetes. G6P (glucosa 6 fosfato), F6P (fructosa 6 fosfato), FBP (fructosa 1,6 bifosfato), G3P (gliceraldehído 3 fosfato), DHAP (dihidroxiacetona fosfato), 1,3,FG (1,3 bis-fosfo-glicerato), AR (aldosa reductasa), SDH (sorbitol deshidrogenasa), PKC (proteína cinasa C), N-acetilglucosamina (NacGlc), NAD+ (dinucleótido de nicotinamida y adenina), NADH (dinucleótido de nicotinamida y adenina reducido), NADP+ (dinucleótido de nicotinamida y adenina fosfato, NADPH (dinucleótido de nicotinamida y adenina fosfato reducido), O2^.- (anión superóxido).

En la mayoría de los tejidos, excepto el hígado, la fructosa es fosforilada a fructosa-6-fosfato por una hexocinasa específica, al entrar ésta a la glucólisis ambas vías se acoplan (Figura 1), como se describió en tejido cardíaco durante la isquemia-reperfusión y en glomérulos de ratas diabéticas^44,45 y lleva a las siguientes alteraciones metabólicas:

a) acumulación de intermediarios glucolíticos, principalmente triosas-fosfato como el gliceraldehído-3-fosfato (G3P) y la dihidroxiacetona-fosfato (DHAP), ambos forman α-oxoaldehídos capaces de glucar proteínas y generar estrés oxidativo;

b) aumento de la relación NADH/NAD⁺ debido a la producción de NADH por la SDH y baja en la capacidad de regenerar NAD⁺ en la glucólisis;⁴⁶

c) inhibición de la gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa. Lo que se debe a múltiples causas^47-51 y determina la acumulación de triosas-fosfato. La enzima cataliza la oxidación del G3P a 1,3 bis-fosfo-glicerato, el primer intermediario de alta energía en la glucólisis y genera NADH.

En el hígado la fructosa se fosforila por la fructocinasa, formando fructosa-1-fosfato, que es fragmentada por la aldolasa B a DHAP y glicerol, los que se transforman en sn-glicerol-3-fosfato, a partir del cual se sintetizan triacilgliceroles. Lo anterior explica la facilidad con que la fructosa administrada por vía oral se convierte en lípidos.

La acumulación de sorbitol, debido a su incapacidad para difundir con facilidad al exterior, produce aumento de estrés osmótico en las células, lleva a daño del cristalino⁵² y aparición de cataratas en ratas diabéticas,⁵³ por lo que el uso de inhibidores de la AR previene o retrasa significativamente la formación de cataratas.⁵⁴Sin embargo, la acumulación de sorbitol no es suficiente para explicar la neuropatía, retinopatía y nefropatía diabéticas, ya que su concentración en los órganos afectados es mucho menor que la observada en los cristalinos.

El empleo de inhibidores de la AR para el tratamiento de la neuropatía y retinopatía no ha sido del todo exitoso. En ensayos clínicos, alrestatin, sorbinil,⁵⁵ bimoclobol, tolrestat⁵⁶ y zenarestat⁵⁷ resultaron efectivos pero tóxicos, y poco efectivo el stabil. Entre las drogas actuales, el fidarestat,⁵⁸ fue diseñado para el tratamiento de la neuropatía y su eficiencia se atribuye a una rápida distribución en los tejidos, unión selectiva a AR, metabolismo limitado, ausencia de efectos tóxicos y a que no altera enzimas hepáticas que metabolizan drogas.

Activación de la vía de las hexosaminas

La acumulación de fructosa y fructosa-6-fosfato como consecuencia del aumento en la vía del sorbitol conduce a estimular la vía de las hexosaminas; ya que su primer intermediario, la glucosamina-6-fosfato, proviene exclusivamente de fructosa-6-fosfato y glutamina mediante la reacción irreversible catalizada por la glutamina:fructosa-6-fosfato amidotransferasa (GFAT). La glucosamina-6-fosfato da origen a UDP-N-acetilglucosamina y UDP-N-acetilgalactosamina, ambas requeridas para la glucosilación de glucoproteínas y proteoglucanos. El aumento de actividad por esta vía se asocia con la resistencia a la insulina, complicaciones diabéticas y aterogénesis; ya que lleva a disminuir la actividad de la óxido nítrico sintasa, estimular la expresión de TGF α y β1,⁵⁹ PAI-1⁶⁰ y del represor de la transcripción, proaterogénico Id2,^61,62 como consecuencia de la alteración de vías de transmisión de señales y modificaciones postraduccionales de proteínas.⁶³

La N-acetilglucosaminilación o adición de N-acetilglucosamina a residuos de serina o treonina, catalizada por la O-glucosamil-N-acetil transferasa (OGT), tiene lugar en diversas proteínas, incluyendo factores de transcripción (Sp1, c-myc, CREBP y STAT-5), enzimas (glucógeno sintasa, RNA polimerasa 2 y óxido nítrico sintasa endotelial) y en los sustratos del receptor de insulina 1 y 2.⁶² La N-acetilglucosaminilación de Sp1 y CREBP los activa, el primero induce la expresión de TGF β1 y PAI-1,⁶⁴ mientras que el segundo aumenta la expresión de fibronectina. Por otra parte, la glucosaminilación de óxido nítrico sintasa endotelial impide su activación por fosforilación.⁶⁴

La acumulación de glucosamina, al interferir con el plegamiento de proteínas en el retículo endoplásmico (RE), provoca sobrecarga de proteínas mal plegadas y estrés de la organela; asociado con esteatosis hepática y aterosclerosis.⁶⁵ Un efecto similar se observa con homocisteína, obesidad y acumulación de colesterol libre intracelular, factores que con frecuencia se presentan en diabetes y aterosclerosis, agudizando los efectos de la glucosamina.^66,67

El RE es la fábrica de proteínas destinadas a la secreción o inserción a membranas, en él se asegura el plegamiento adecuado de proteínas, con la intervención de chaperonas, y las proteínas mal plegadas son etiquetadas para su remoción.⁶⁸ Las agresiones biológicas, como la privación de nutrientes, acumulación progresiva de lípidos o una mayor demanda de insulina, aumentan la carga de trabajo del RE y ocasionan ensamblaje erróneo de las proteínas que se acumulan en su lumen. Para reducir este exceso se inicia un programa transcripcional denominado respuesta al mal plegamiento proteico, diseñado para disminuir o detener la síntesis de proteínas y promover su degradación.⁶⁹

El estrés del RE lleva a la activación de la proteína de unión al elemento de respuesta a esteroles (SREBP), factor de transcripción que induce la expresión de enzimas de la síntesis de lípidos, y da lugar a la acumulación de los estos últimos.⁷⁰ Igualmente activa el factor NF-κB, responsable de la expresión de genes involucrados en procesos inflamatorios y adhesión celular.^70,71 Finalmente, se activan caspasas que promueven apoptosis en células endoteliales de aorta de seres humanos y en hepatocitos (Figura 2).^70,71

Figura 2. Resistencia a la insulina y aterosclerosis potencializadas por el incremento en el flujo de las vías de las hexosaminas. G6P (glucosa 6 fosfato), F6P (fructosa 6 fosfato), GLUT 4 (transportador de glucosa 4), Sp-1 (factor transcripcional), G3KS (cinasa de la glucógeno 3 sintasa), UDP-NAcGLc (UDP-Nacetilglucosamina), IRS (sustrato del receptor de insulina), TGF-β (factor de crecimiento transformante beta), PAI (inhibidor del activador del plasminógeno-1), SREPB (proteína de unión al elemento de respuesta a esteroles).

La respuesta al estrés del RE, inducido por glucosamina, es mediada por la activación de la cinasa de la glucógeno sintasa 3 (GSK-3).⁷² Esta enzima de señalización se descubrió originalmente por fosforilar y por lo tanto inactivar la glucógeno sintasa. Posteriormente se halló que también fosforila y modula la caspasa-3, NF-κB y SREBP.⁷¹ Este mecanismo provee un nuevo blanco para el tratamiento de la diabetes y la aterosclerosis acelerada. Por lo pronto, inhibidores de GSK-3, como el ácido valproico y el litio, disminuyen las alteraciones celulares inducidas por el estrés del RE. El valproico es un fármaco empleado como antiepiléptico y para controlar el trastorno bipolar. Ambos compuestos atenúan la acumulación de colesterol libre y la activación de la caspasa 3 en células expuestas a glucosamina; evitando así acumulación de lípidos y apoptosis.⁷⁰

Activación de la proteína cinasa C

La proteína cinasa C (PKC) pertenece a la familia de las serina/treonina fosfocinasas y presenta por lo menos once isoformas?codificadas por 10 genes diferentes, clasificados en cuatro clases: las convencionales o clásicas (dependientes de Ca²⁺ y fosfolípidos; α, β1, β2 y γ) las nuevas (independientes de Ca²⁺; δ, ε, η y θ) las atípicas ζ y λ) y las ?independientes de Ca²⁺ y fosfolípidos (μ).

La hiperglucemia es acompañada de la activación anormal de la PKC, como consecuencia del incremento en la formación de diacilgliceroles en células del endotelio, retina y glomérulos renales de organismos con complicaciones diabéticas, así como en células vasculares cultivadas en presencia de altas concentraciones de glucosa (22 mM). El incremento de DAG se atribuye a su síntesis de novo a partir de triosas intermediarias de la glucólisis, en particular de la DHAP que se acumula debido a las alteraciones metabólicas ya discutidas. Sin embargo, recientemente se describió que, al menos en células del músculo liso vascular, la formación de DAG depende de la acción de la fosfolipasa C, enzima cuya fosforilación y activación es inducida en estas células por concentraciones altas de glucosa, a través de un mecanismo poco conocido mediado por la aldosa reductasa, primera enzima de la vía de los polioles.⁷³ Otros activadores de la PKC son metilglioxal⁷⁴, glucosamina⁷⁵, AGE y ERO⁷⁶. Todos ellos son el resultado de las alteraciones metabólicas en la diabetes.

Las alteraciones tisulares atribuidas a la activación de la PKC son muy variadas y dependen de su participación en los mecanismos de transducción de señales e inducción de la expresión de diversos genes asociados con la patología de la diabetes, incluyendo los de proteínas de matriz extracelular (fibronectina y colágeno tipo IV), PAI-1, VEGF, TGF-β y su receptor⁷⁷ y de NADPH oxidasa.^78,79 Además, afecta la producción de la sintasa del óxido nítrico y estimula la expresión de endotelina 1, vasoconstrictor potente que se encuentra incrementado en pacientes con diabetes tipo 2⁸⁰ o con complicaciones ateroscleróticas.⁸¹ Cabe mencionar que la activación de la NADPH oxidasa, vía PKC, se acompaña con la producción de ERO y estrés oxidativo.⁸²

La disminución del flujo sanguíneo en la retina ocasiona hipoxia local, que estimula la expresión del VEGF, éste a su vez aumenta la permeabilidad del endotelio y la formación de microaneurismas. In vitro, la interacción de ET-1 y VEGF incrementa la permeabilidad vascular debido a un desarreglo de la actina F y a un desajuste en las uniones de los endotelios; lo anterior explicaría en parte la patología ocular.

Los genes de las proteínas de matriz extracelular tienen secuencia consenso en su región promotora, que interactúa con factores transcripcionales modulados por la PKC. Uno de ellos es la proteína activadora-1 (AP-1), que media la inducción de la transcripción en respuesta a activadores de la PKC, como los ésteres de forbol y DAG. Los genes para fibronectina y laminina contienen en su promotor la secuencia para unirse a AP-1, de ahí que se induzca su expresión. La activación de la PKC por la hiperglucemia disminuye la degradación de la matriz extracelular al causar sobreexpresión del inhibidor PAI-1.

Las isoformas de PKC que se activan dependen del tejido o tipo celular involucrado. En estudios realizados en animales diabéticos, las VSMC de la aorta presentaron activación de las isoformas β2 y δ,⁸³ mientras que en la retina se activan α, β1, β2 y ε,⁸⁴ y en el glomérulo lo hacen la α y β1.⁸⁵

La angiotensina II promueve la adhesión de miofibroblastos a la matriz extracelular vía activación de PKC ε,⁸⁶ en células mesangiales la activación de la isoforma δ estimula la producción de colágeno⁸⁷ y en células endoteliales de retina, las isoformas β y δ aumentan la expresión de endotelina 1.⁸⁸

La inhibición de la PKC es otra opción terapeútica para evitar el daño microvascular y macrovascular del paciente diabético. La ruboxistaurina, un inhibidor con alta especificidad para las isoformas β, fue empleada en animales y mejoró las alteraciones hemodinámicas en la retinopatía,⁸⁹ nefropatía⁹⁰ y neuropatía.⁹¹ En el riñón normaliza la filtración glomerular, disminuye la albuminuria y reduce la producción de TGF-β1 y de proteínas de matriz extracelular glomerular. En estudios clínicos, la ruboxistaurina se empleó para mejorar la vasodilatación dependiente del endotelio en pacientes sanos expuestos a hiperglucemia⁹² y restablecer la hemodinámica de la retina en pacientes diabéticos.⁹³

Aumento del estrés oxidativo

La mayoría de los cambios metabólicos derivados de las concentraciones altas de glucosa promueven estrés oxidativo debido a la formación de ERO y disminución en la capacidad antioxidante. Las ERO se originan principalmente por la cadena respiratoria mitocondrial^94,95 y activación de NADPH oxidasa. Por ambos se produce el radical anión superóxido, del cual derivan el peróxido de hidrógeno y el radical hidroxilo, adjuntamente se produce peroxinitrito al reaccionar el superóxido con el óxido nítrico. Todos ellos son oxidantes sumamente reactivos y el consumo de óxido nítrico disminuye su biodisponibilidad, contribuyendo así al daño vascular.

La cadena de transporte de electrones mitocondrial la conforman cuatro complejos enzimáticos (I, II, III y IV), el citocromo C y la ubiquinona o coenzima Q (movilizador de electrones). El flujo de electrones se inicia a partir de NADH y FADH₂ provenientes de la glucólisis o del ciclo de Krebs. Los electrones fluyen hasta el oxígeno para formar agua, pero cuando se intensifica el gradiente de protones en la membrana mitocondrial se inhibe el transporte de electrones al Complejo III y éstos se acumulan en la coenzima Q, lo que provoca que el oxígeno se reduzca parcialmente para formar el anión superóxido.^94,96 La reducción acelerada de la coenzima Q y formación de ERO marcan el inicio de la disfunción mitocondrial, involucrada en los trastornos metabólicos y tisulares de la diabetes y otras enfermedades. La formación de ERO vía NADPH oxidasa se da cuando es activada, al translocarse y ensamblarse sus subunidades citosólicas (p47phox, p67phox y p21rac) con el flavocitocromo b558_, unido a la membrana e integrado por p22phox y Nox. Esta activación es inducida por concentraciones altas de glucosa, activación de RAGE, angiotensina II y FNT-α, y es mediada por PKC.

La principal fuente de ERO durante la hiperglucemia depende del tipo celular, en el endotelio vascular es la mitocondria, mientras que en el mesangio renal es la NADPH oxidasa. El cultivo de ambos tejidos, en presencia de altas concentraciones de glucosa, conlleva a la formación de ERO; en el endotelio se acompaña de hiperpolarización de la membrana mitocondrial⁹⁷ y cambios morfológicos de la mitocondria.⁹⁸ En este caso, inhibidores de la fosforilación oxidativa evitan la producción de ERO,⁹⁴ mientras que inhibidores de NADPH oxidasa como el cloruro de difenilen-iodonio evitan la producción de ERO por las células del mesangio y con ello los efectos adversos de la glucosa.

El efecto deletéreo de las ERO se atribuye a modificaciones oxidativas de diversas moléculas al ocasionar lipoperoxidación, daño a membranas, ruptura del ADN y muerte celular, el ADN mitocondrial es muy susceptible por carecer de histonas. El daño al ADN induce su reparación y activación de la poli (ADP)-ribosa polimerasa (PARP), cuya actividad puede conducir a la muerte celular. La sobreexpresión en la mitocondria de la proteína desacoplante 1 o la superóxido dismutasa, dependiente de manganeso, evitan la muerte celular inducida por altas concentraciones de glucosa. La primera, al impedir que se intensifique el gradiente de protones, y la segunda, al consumir el superóxido, con ello ambas evitan la activación de PARP.

Las ERO también funcionan como moléculas de señalización que activan diferentes vías sensibles al estrés oxidativo (NF-κB, JNK, p38 MAPK y PKC) causando alteración en la expresión genética y cambios tisulares asociados con las complicaciones de la diabetes. Por ejemplo, inducen la expresión de proteínas de matriz extracelular y de inhibidores de proteasas extracelulares en células del mesangio contribuyendo así a la glomeruloesclerosis.^99,100 Para el tratamiento de las complicaciones diabéticas se sugirieron compuestos que interfieren con la activación de NADPH oxidasa, como el minodronato, un bifosfonato nitrogenado que en células endoteliales en cultivo suprime la generación de ERO y expresión de genes inducida por ellas.^101,102 Gran parte del efecto benéfico de las estatinas (inhibidores de la síntesis de colesterol) en la diabetes puede explicarse por un mecanismo similar.

El aumento de ERO en el paciente diabético y en modelos experimentales está presente aun antes de que las complicaciones diabéticas sean evidentes. Por lo cual se sugirió que no sólo se asocian con sus complicaciones, sino también con la aparición de resistencia a la insulina.

Aunque la hiperglucemia y la diabetes se relacionan con una disminución en la capacidad antioxidante global, la respuesta de los distintos componentes de la defensa antioxidante es variada, dependiendo de los tejidos implicados y de la gravedad de la enfermedad.¹⁴ Lo anterior se ha hecho patente por resultados experimentales contradictorios cuando se analizan metabolitos o enzimas antioxidantes individuales, por ejemplo, algunas enzimas como la superóxido dismutasa y la glutatión reductasa aumentan como respuesta compensatoria al estrés oxidativo. Sin embargo, por lo general se observa un declive en los sistemas antioxidantes, debido a la poca disponibilidad de glutatión reducido y NADPH. La deficiencia en NADPH durante la hiperglucemia se debe a que se consume en la vía de los polioles y a que disminuye la actividad y expresión de una de las principales enzimas que lo forman, la glucosa-6-fosfato deshidrogenasa, en órganos como riñón, hígado y páncreas.¹⁰³ La actividad de esta enzima en el páncreas de rata disminuye aun en condiciones de hiperglucemia leve o intolerancia a la glucosa¹⁰³ y se halló que su deficiencia es un factor que predispone a la diabetes en poblaciones humanas.

Conclusiones

Las complicaciones en los pacientes con diabetes son consecuencia de la hiperglucemia y la resistencia a la insulina, y probablemente la forma en que la primera induce el daño en diversos tejidos u órganos depende de las características metabólicas de éstos.

Figura 3. Modelo integrativo del mecanismo de inducción de las complicaciones de la diabetes.

Las alteraciones metabólicas inducidas por la hiperglucemia intervienen conjuntamente en el desarrollo de la enfermedad (Figura 3), por lo que es difícil evaluar cuál es la más importante. Estudios con ratones deficientes en la AR y el uso de inhibidores de esta enzima en animales y humanos indican que la vía de los polioles está implicada en la neuropatía diabética, pero puede tener poca relevancia en el daño en la retina, riñón y músculo. La fructosa producida por la vía de los polioles es canalizada a la glucólisis, donde se favorece la acumulación de triosas y formación de precursores de glucación, lo que causa en gran medida las complicaciones asociadas. Mediante pruebas clínicas y experimentales se demostró que cuando se emplean dosis altas de tiamina o su análogo benzotiamina (S-benzoil piridoxamina fosfato) se previene la acumulación de triosas, la formación de AGE y la neuropatía diabética.

La formación acelerada de AGE al parecer desempeña una función más general en la patogenia de las complicaciones diabéticas; su administración conduce al engrosamiento de la membrana basal arterial, disfunción vascular compleja, expansión del mesangio, glomeruloesclerosis y proteinuria, mientras que inhibidores de su formación (aminoguanidina y piridoxamina) impiden parcialmente las manifestaciones de la retinopatía, nefropatía y neuropatía diabéticas en animales y humanos. También el bloqueo del receptor RAGE inhibe la nefropatía y la aterosclerosis y mejora la cicatrización en individuos diabéticos.

Por otra parte, inhibidores de la proteína cinasa C disminuyen la disfunción vascular asociada con retinopatías y neuropatías. Es probable que cuando la concentración intracelular de glucosa sea alta, al metabolizarse por la vía del sorbitol y la glucólisis, se favorezca la acumulación de metabolitos y las condiciones que desencadenen la glucación, la activación de la proteína cinasa C y el aumento del estrés oxidativo. Todos ellos en conjunto conducen a la alteración de la estructura y funcionalidad de las proteínas y cambios en la expresión de genes, base del daño tisular causado por la hiperglucemia persistente. El estudio de los mecanismos moleculares del origen de las complicaciones diabéticas permitirá encontrar nuevas opciones terapéuticas para su prevención y tratamiento.

Bibliografía del artículo
1. Zimmet P, Alberti KGM, Shaw J. Global and societal implications of the epidemic. Nature 414:782-787, 2001.
2. Wild S, Roglic G, Green A, Sicree R, King H. Global prevalence of diabetes: Estimates for the year and projections for 2030. Diabetes Care 27:1047-1053, 2004.
3. Roglic G, Unwin N, King H y col. The burden of mortality attributable to diabetes. Diabetes Care 28:2130-2135, 2005.
4. Kahan R. Report of the Expert Committee on the Diagnosis and Classification of Diabetes Mellitus. Diabetes Care 20:1183-1193, 1997.
5. Lebovitz HE. Type 2 diabetes: An overview. Clin Chem 45:1339-1345, 1999.
6. Brownlee M. Biochemistry and molecular cell biology of diabetic complications. Nature 414:813-820, 2001.
7. Thornally PJ, Jahan I, Ng R. Suppression of the accumulation of triosaphosphates and increased formation of methylglyoxal in human red blood cells during hyperglycaemia by thiamine in vitro. J Biochem 129:543-549, 2001.
8. Ulrich P, Cerami A. Protein glycation, diabetes, and aging. Recent Progress in Hormonal Research 56:1-21, 2001.
9. Thornalley PJ. Glycation in diabetic neuropathy: characteristics, consequences, causes and therapeutic options. Int Rev Neurobiol 50:37-57, 2002.
10. Gabay KH. Hyperglicaemia, Polyol metabolism, and complications of diabetes mellitus. Annu Rev Med 26:521-536, 1975.
11. Marshall S, Bacote V, Traxinger RR. Discovery of a metabolic pathway mediating glucose-induced desensitization of the glucose transport system. Role of hexosamine biosynthesis in the induction of insulin resistance. J Biol Chem 266:4706-4712, 1991.
12. Koya D, King GL. Protein kinase C activation and the development of diabetic complications. Diabetes 47:859-866, 1998.
13. Baynes JW, Thorpe SR. Role of oxidative stress in diabetic complications: a new perspective on an old paradigm. Diabetes 48:1-9, 1999.
14. Maritim AC, Sanders RA, Watkins JB 3ra. Diabetes, oxidative stress, and antioxidants: A review. J Biochem Mol Toxicol 17:24-38, 2003.
15. Turner R. The U.K. prospective diabetes study. A review. Diabetes Care 21:C35-C38, 1998.
16. Fore W. Noninsulin-dependent diabetes mellitus. The prevention of complications. Med Clin North Am 79:287-298, 1995.
17. American Diabetes Association. Consensus statement: role of cardiovascular risk factors in prevention and treatment of macro-vascular disease in diabetes. Diabetes Care 16:72-78, 1993.
18. Cai L, Kang YJ. Oxidative stress and diabetic cardiomyophaty: a brief review. Cardiovasc Toxicol 1:181-193, 2001.
19. De Vriese AS, Verbeuren TJ, Van de Voorde J, Lameire NH, Vanhoutte PM. Endotelial dysfunction in diabetes. Br J Pharmacol 130:963-974, 2000.
20. Morauski CJ, Skinner SL, Stubbs AJ. The renin-angiotensin system influences ocular endothelial cell proliferation in diabetes: transgenic and interventional studies. Am J Pathol 162:151-160, 2003.
21. Stitt A, Gardiner TA, Anderson NL y col. The AGE inhibitor pyridoxamine inhibits development of retinopathy in experimental diabetes. Diabetes 51:2826-2832, 2002.
22. Kadoglou NP, Daskalopoulou SS, Perrea D, Liapis CD. Matrix metalloproteinase and diabetic vascular complications. Angiology 56:173-189, 2005.
23. Rahbar S. The discovery of glycated hemoglobin. A major event in the study of nonenzymatic chemistry in biological systems. Ann NY Acad Sci 1043:9-19, 2005.
24. Thornelly PJ. Dicarbonyl intermediates in the Maillard reaction. Ann NY Acad Sci 1043:111-117, 2005.
25. Monier VM, Mustata GT, Biemel KL, Reihl O, Ledered MO, Sell DR y col. Cross-linking of extracelular matrix by the Maillard reaction in aging and diabetes. An update on "a puzzle nearing resolution". Ann NY Acad Sci 1043:533-544, 2005.
26. Lapolla A, Fedele D, Tradi P. Glyco-oxidation in diabetes and related diseases. Clin Chim Acta 357:236-250, 2005.
27. Osawa T, Kato Y. Protective role of antioxidative food factors in oxidative stress caused by hyperglycemia. Ann NY Acad Sci 1043:440-451, 2005.
28. Suzuki D, Toyuda M, Yagime M y col. Relationship between the expression of advanced glycation end-products (AGE) and the receptor for AGE (RAGE) mRNA in diabetic nephropathy. Intern Med 45:435-441, 2006.
29. Kim W, Hudson BI, Schmidt AM y col. Receptors for advanced glycation end products and its ligands: a journey from the complications of diabetes to its patogenesis. Ann NY Acad Sci 1043:553-561, 2005.
30. Forbes JM, Soldatos G, Thomas MC. Below the radar: advanced glycation end products that detour "around the side". Es HbA1c not an accurate enough predictor of long term progression and glycaemic control in diabetes. Clin Biochem Rev 26:123-134, 2005.
31. McRobert EA, Gallicchio M, Jerums G, Cooper ME, Bach LA. The amino-terminal domains of the ezrin, radixin, and moesin (ERM) proteins bind advanced glycation end products, an interaction that may play a role in the development of diabetic complications. J Biol Chem 278:25783-9, 2003.
32. Cipollone F, Lezzi A, Mezzetti A y col. The receptor RAGE as a progresión factor amplifying arachidonate-dependent inflammatory and proteolytic response in human atherosclerotic plaques: role of glycemic control. Circulation 108:1070-1077, 2003.
33. Yonekura H, Yamamoto Y, Yamamoto H y col. Novel splicing variants of the receptor for advanced glycation endproducts (RAGE) expressed in human vascular endotelial cells and prericytes, and their putative roles in diabetic-induced vascular injury. Biochem J 370:1097-1109, 2003.
34. Yamamoto Y, Doi T, Yamamoto H y col. Receptors for advanced glycation end products is a promising target of diabetic nephropathy. Ann NY Acad Sci 1043:562-566, 2005.
35. Thornalley PJ. The enzymatic defense against glycation in health, disease and therapeutics: A symposium to examine the concept. Biochem. Soc Trans 31:1441-1342, 2003.
36. Wu X, Monnier VM. Enzymatic deglycation of proteins. Arch Biochem Biophys 419:16-24, 2003.
37. Szwergold B. S. Intrinsic toxicity of glucose, due to non-enzymatic glycation, is controlled in-vivo by deglycation systems including: FN3K-mediated deglycation of fructosamines and transglycation of aldosamines. Med Hypot 65:337-348, 2005.
38. Babaei-Jadidi R, Karachalias N., Ahmed N., Bata S., Thornalley PJ. Prevention of incipient diabetic nephropathy by high-dose thiamine and benfotiamine. Diabetes 52:2110-2120, 2003.
39. Hammes HP, Du X, Brownlee M y col. Benfotiamine blocks three major pathways of hyperglycemic damage and prevents diabetic experimental retinophathy. Nat Med 9:294-299, 2003.
40. Beisswenger P, Ruggiero-Lopez D. Metformin inhibition of glication process. Diabetes Metab 29:6S95-103, 2003.
41. Hodgkinson AD, Sondergaard KL, Yang B, Cross DF, Mill ward BA, Demaine AG. Aldose reductase expression is induced by hyperglycemia in diabetic nephropathy. Kitney Int 60:211-218, 2001.
42. Meister A. Biochemistry of glutathione. En Metabolism of sulfur compounds. De, D.M. Greenberg. Academic Press New York pp. 101-188, 1975.
43. Diplock AT. Antioxidants and free radical scavengers. En: Free radical damage and its control. Rice-Evans CA, Burdon RH. Elsevier Science LLM (Eds). Elsevier Science B. V. Edición Amsterdan 99 113-130, 1994.
44. Trueblood N, Ramasamy R. Aldose reductase inhibition improves altered glucose metabolism of isolated diabetic rat hearts. Am J Physiol 275:H75-H83, 1998.
45. Gabay KH. Hyperglycemia, polyol metabolism, and complicantios of diabetes mellitus. N Engl J Med v521-536, 1975.
46. Fukase S, Sato S, Mori K, Secchi EF, Kador PF. Polyol pathway and NADPH-dependent reductases in dog leukocytes. J Diabetes Complications 10:304-313, 1996.
47. Knecht E, Roche E. The reduction-oxidation status may influence the degradation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. FEBS Lett 206:339-342, 1986.
48. Morgan PE, Dean RT, Davis MJ. Inhibition of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by peptide and protein peroxides generated by singlet oxygen attack. Euro J Biochem 269:1916-1925, 2002.
49. Alexander MC, Lomato M, Nasrin N, Ramaika C. Insulin stimulates glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene expressión through cis-acting DNA sequences. Proc Natl Acad Sci USA 85:5092-5096, 1988.
50. Novotny MV, Yancey MF, Yanuy MF, Stuart R, Weisler D, Peterson RG. Inhibition of glycolytic enzymes by endogenous aldehydes: a possible relation to diabetic neuropathies. Biochim Biophys Acta 1226:145-150, 1994.
51. Beisswenger PJ, Howell SK, Smith K, Szwergold BS. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase activity as an independent modifier of methylglyoxal levels in diabetes. Biochim Biophys Acta 1637:98-106, 2003.
52. Burg M y Kador PF. Sorbitol, osmoregulation, and the complications of diabetes. J Clin Inv 81:635-640, 1988.
53. Lee AY, Chung SS. Contributions of polyol pathway to oxidative stress in diabetic cataract. FASEB J 13:23-30, 1999.
54. Naruse K, Nakamura J, Hotta N y col. Aldose reductase inhibition prevents glucose-induced apoptosis in cultured bovine retinal microvascular pericytes. Exp Eye Res 71:309-315, 2000.
55. Jaspan JB, Towle VL, Maselli R, Herold K. Clinical studies with an aldose reductase inhibitor in the automatic and somatic neuropathies of diabetes. Metabolism 35:83-92, 1986.
56. Foppiano M, Lombardo G. Worldwide pharmacovigilance systems and tolrestat withdrawal. Lancet 349:399-400, 1997.
57. Davids J (Ed): Pfizer suspends zenarestat. Scrip 2584:24 (October 18 th), 2000.
58. Nigishi H, Toyota T, Sakamoto N. Clinical efficacy of fidarestat, a novel aldose reductase inhibitor, for diabetic peripheral neuropathy. Diabetes Care 24:1776-1782, 2001.
59. Koim-Litty V, Sauer U, Nerlich A, Lehmann R, Schleicher ED. High glucose-induced transforming growth factor beta 1 production is mediated by the hexosamine pathway in porcine glomerular mesangial cells. J Clin Invest 101:160-169, 1998.
60. Du XL, Edelstein D, Brownlee M y col. Hyperglycemia-induced mitochondrial superoxide overproduction activates the hexosamine pathway and induces plasminogen activator inhibitor-1 expression by increasing Sp1 glycosilation. Proc Natl Acad Sci USA 97:12222-12226, 2000.
61. Gronning LM, Tingsabadh R, Ardí K, Dalew KT, Jat PS, Shepherd PR y col. Glucosa induces increases in levels of the transcriptional factor represor Id2 via the hexosamine pathway. Am J Physiol Endocrinol Metab 290:E599-E606, 2006.
62. Buse MG. Hexosamines, insulin resistance, and the complications of diabetes: current status. Am J Physiol Endocrinol Metab 290:E1-E8, 2006.
63. Wells L, Vosseller K, Hart GW. Glycosylation of nucleocytoplasmic proteins: Signal transduction and O-GlcNAc. Science 291:2376-2378, 2001.
64. Goldberg HJ, Witheside CI, Hart GW, Fantus G. Posttranslational, reversible O-glycosilation is stimulated by high glucose and mediates plasminogen activator inhibitor-1 gene expression and Sp1 transcriptional activity in glomerular mesangial cells. Endocrinology 147:222-231, 2001.
65. Werstuck GH, Khan MI, Femia G, Kim AJ, Tedesco V, Trigatti B, Shi Y. Glucosamine-induced endoplasmic reticulum dysfunction is associated with accelerated atherosclerosis in a hyperglycemic mouse model. Diabetes 55:93-101, 2006.
66. Ron D. Hyperhomocysteinemia and function of the endoplasmic reticulum. J Clin Invest 107:1221-1222, 2001.
67. Ozcan U, Cao Q, Hotamisligil GS y col. Endoplasmic reticulum stress links obesity, insulin action, and type 2 diabetes. Science 306:457-461, 2004.
68. Kaufman RJ. Orchestrating the unfolded protein response in health and disease. J Clin Invest 110: 1389-1398, 2002.
69. Kaufman RJ, Scheuner D, Arnold SM y col. The unfolded protein response in nutriet sensing and differentiation. Nat Rev Mol Cell Biol 3:411-421, 2002.
70. Kim AJ, Shi Y, Austin RC, Werstuck GH. Valproate protects cells from ER stress-induced lipid accumulation and apoptosis by inhibiting glycogen synthase kinase-3. J Cell Sci 118:89-99, 2005.
71. Hossain GS, Van Thienen JV, Werstuck GH, Zhou J, Sood SK, Dickhout JG. TDAG51 is induced by homocysteine, promotes detachment-mediated programmed cell death, and contributes to the development of atherosclerosis in hyperhomocysteinemia. J Biol Chem 278: 30317-30327, 2003.
72. Robertson LA, Klim AJ, Werstuck GH. Mechanisms linking diabetes mellitus to the development of atherosclerosis: a role for reticulum stress and glycogen synthase kinase-3. Can J Phisiol Pharmacol 84:39-48, 2006.
73. Ramana KV, Friedrich B, Tammali R, West MB, Bhatnagar A, Srivastava SK. Requirement of aldose reductase for the hyperglycemic activation of protein kinase C and formation of diacylglycerol in vascular smooth muscle cells. Diabetes 54:818-829, 2005.
74. Godbout JP, Pesavento J, Hartman ME, Manson SR, Freund GG. Methylglyoxal enhances cisplatin-induced cytotoxicity by activating protein kinase C delta. J Biol Chem 277:2554-2561, 2002.
75. Filippis A, Clark S, Proietto J. Increased flux through the hexosamine biosynthesis pathway inhibits glucose transport acutely by activation of protein kinase C. Biochem J 324:981-985, 1997.
76. Scivittaro V, Ganz MB, Weiss MF. AGEs induce oxidative stress and activate protein kinase C-beta (11) in neonatal mesangial cells. Am J Physiol Renal Physiol 278:F676-F683, 2000.
77. Lindschau C, Quass P, Haller H y col. Glucose-induced TGF-beta 1 and TGF-beta receptor-1 expression in vascular smooth muscle cells is mediated by protein kinase C-alpha. Hypertension 42:335-341, 2003.
78. Xia L, Wang H, Goldberg HJ, Munk S, Fantus IG, Whiteside CI. Mesangial cell NADPH oxidase upregulation in high glucose is protein kinase C dependent and required for collagen IV expression. Am J Physiol Renal Physiol 290:F345-F356, 2006.
79. Inoguchi T, Li P, Nawata H. High glucose level and free fatty acid stimulate reactive oxygen species production through protein kinase C-dependent activation of NAD(P)H oxidase in cultured vascular cells. Diabetes 49:1939-1945, 2000.
80. Cardillo C, Campia U, Bryant MB, Panza JA. Increased activity of endogenous endothelin in patients with type II diabetes mellitus. Circulation 106:1783-1787, 2002.
81. Perfetto F, Tarquini R, Tapparini L, Tarquini B. Influence of non-insulin-dependent diabetes mellitus on plasma endothelin-1 levels in patients with advanced atherosclerosis. J Diabetes Complications 12:187-192, 1998.
82. Taylor I, Tennenbaum T, Kuroki T, Eldar-Finkelman H. PKC-delta-dependent activation of oxidative stress in adipocytes of obese and insulin-resistant mice: role for NADPH oxidase. Am J Physiol Endocrinol Metab 288:E405-E411, 2005.
83. Igarashi M, Wakasaki H, King GL y col.. Glucose or diabetes activates p38 mitogen-activated protein kinase via different pathways. J Clin Invest 103:185-195, 1999.
84. Shiba T, Inoguchi T, Sportsman JR, Heath WF, Bursell S, King GL. Correlation of diacylglycerol level and protein kinase C activity in rat retina to retinal circulation. Am J Physiol 265:E783-E793, 1993.
85. Koya D, Jirousek MR, Lin YW, Ishii H, Kuboki K, King GL. Characterization of protein kinase C beta isoform activation on the gene expression of transforming growth factor-beta, extracellular matrix components, and prostanoids in the glomeruli of diabetic rats. J Clin Invest 100:115-126, 1997.
86. Stawowy P, Margeta C, Graf K y col. Protein kinase C epsilon mediates angiotensin II-induced activation of beta1-integrins in cardiac fibroblasts. Cardiovascular Research 67:6-8, 2005.
87. Hayashida T, Schanaper HW. High ambient glucose enhances sensitivity to TGF-beta 1 via extracellular signal-regulated kinase and protein kinase C delta activities in human mesangial cells. J Am Soc Nephrol 15:2032-2041, 2004.
88. Park JY, Takahara N, King GL y col. Induction of endothelin-1 expression by glucose: an effect of protein kinase C activation. Diabetes 49:1239-1248, 2000.
89. Nonaka A, Kiryu J, Ogura Y y col. PKC-beta inhibitor (LY333531) attenuates leukocyte entrapment in retinal microcirculation of diabetic rats. Invest Ophthalmol Vis Sci 41:2702-2706, 2000.
90. Kelly DJ, Zhang Y, Gilbert RE y col. Protein kinase C beta inhibition attenuates the progression of experimental diabetic nephropathy in the presence of continued hypertension. Diabetes 52:512-518, 2003.
91. Cotter MA, Jack AM, Cameron NE. Effects of the protein kinase C beta inhibitor LY333531 on neural and vascular function in rats with streptozotocin-induced diabetes. Clin Sci 103:311-321, 2002.
92. Beckman JA, Goldfine AB, Gordon MB, Garrett LA, Creager MA. Inhibition of Protein Kinase Cß Prevents Impaired Endothelium-Dependent Vasodilation Caused by Hyperglycemia in Humans. Circ Res 90:107-111, 2002.
93. Aiello LP, Clermont A, Arora V, Davis MD, Sheetz MJ, Bursell SE. Inhibition of PKC beta by oral administration of ruboxistaurin is well tolerated and ameliorates diabetes-induced retinal hemodynamic abnormalities in patients. Invest Ophthalmol Vis Sci 47:86-92, 2006.
94. Nishikawa T, Edelstein D, Brownlee M y col. 2000. Normalizing mitochondrial superoxide production blocks three pathways of hyperglycaemic damage. Nature 404:787-790, 2000.
95. Rolo AP, Palmeira CM. Diabetes and mitochondrial function: Role of hyperglycemia and oxidative stress Toxicol Appl Pharmacol 212:167-178, 2006.
96. Brownlee M. The pathobiology of diabetic complications. A Unifying mechanism. Diabetes 54, 1615-1625, 2005.
97. Russell JW, Golovoy D, Vincent AM, Mahendru P, Olzmann JA, Feldman EL y col. High glucose induced oxidative stress and mitochondrial dysfunction in neurons. FASEB Journal 16:1738-1748, 2002.
98. Yu T, Robotham JL, Yoon Y. Increased production of reactive oxygen species in hyperglycemic conditions requires dynamic change of mitochondrial morphology. Proc Natl Acad Sci 103:2653-2658, 2006.
99. McLennan SV, Wang XY, Moreno V, Yue DK, Twigg SM. Connective tissue growth factor mediates high glucose effects on matrix degradation through tissue inhibitor of matrix metalloproteinases type 1: implications for diabetic nephropathy. Endocrinology 145:5646-5655, 2004.
100. Xia L, Wang H, Goldberg HJ, Munk S, Fantus IG, Witheside CI. Mesangial cell NADPH oxidase upregulation in high glucose is protein kinase C dependent and required for collagen IV expression. Am J Physiol Renal Physiol 290:F345-F356, 2006.
101. Yamagishi S, Matsui T, Nakamura K, Takeuchi M. Minodronate, a nitrogen-containing bisphosphonate, inhibits advanced glycation end product-induced vascular cell adhesión molecule-1 expression in endotelial cells by supressing reactive oxygen species generation. Int J Tissue React 27:189-195, 2005.
102. Yamaghishi S, Nakamura K, Matsui T, Takeuchi M. Minodronate, a nitrogen-containing bisphosphonate, is a promising remedy for treating patients with diabetic retinophaty. Med Hypot 66:273-275, 2006.
103. Díaz Flores M, Ibáñez Hernández MA, Baiza Gutman LA y col. Glucose-6-phosphate dehydrogenase activity and NADPH/NADP(+) ratio in liver and pancreas are dependent on the severity of hyperglycemia in rat. Life Sciences 78; 2601-2607, 2006.