REVISAN LOS MECANISMOS DE RESISTENCIA A LA TIGECICLINA

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La tigeciclina es una glicilciclina derivada de la tetraciclina. A diferencia de la minociclina, la tigeciclina posee un grupo butilglicilamida extenso en la posición 9. Las tetraciclinas (tetraciclina, doxiciclina y minociclina) han sido siempre considerados antibacterianos importantes.¹ Sin embargo, la aparición creciente de resistencia compromete cada vez más la utilidad de esta clase de antibióticos. La tigeciclina puede superar numerosos problemas relacionados con la resistencia a las tetraciclinas. Con el nombre comercial de Tigecyl, este fármaco ha sido autorizado en los EE.UU. para el tratamiento de infecciones cutáneas e intraaabdominales complicadas.² En la presente revisión se discuten la resistencia a la tigeciclina y el efecto de los promotores de resistencia.

En los microorganismos grampositivos, la tigeciclina, que presenta propiedades lipofílicas, ingresa a la célula por difusión a través de la membrana celular, en tanto que en las bacterias gramnegativas se cree que lo hace mediante porinas OmpF y OmpC en la pared celular. Luego atraviesa la membrana celular, de manera idéntica a lo que ocurre en los gérmenes grampositivos (consultar la referencia 3, para una revisión del tema). Las tetraciclinas se unen a la subunidad 30S de los ribosomas e interfieren con la transcripción de ARNm y, por lo tanto, con la síntesis proteica (revisiones en las referencias 1, 4 y 5). Más específicamente, las tetraciclinas impiden la unión de aminoacil-ARN-t al sitio aceptor (sitio A). Tal interacción es reversible, lo que probablemente explica el motivo por el cual las tetraciclinas son sólo bacteriostáticas.^6,7

Los genes promotores de resistencia a las tetraciclinas se denominan tet, y se identificaron más de 29 de ellos.⁵ Los distintos genes tet codifican dos mecanismos principales: la protección ribosomal y el flujo activo. La protección ribosomal impide la unión de las tetraciclinas a dicha organela, mientras que por el mecanismo de flujo activo, los antibacterianos son simplemente bombeados fuera de la célula, lo que evita que éstos alcancen concentraciones peligrosas para la función ribosomal. Sin embargo, la tigeciclina conserva incluso la capacidad de unión a ribosomas protegidos por la modificación Tet(M), ya que se une a éstos en una orientación diferente de la tetraciclina.^3,8-10 El transportador Tet activo no se enlaza con la tigeciclina cuando está presente en bajas concentraciones, aunque se induce la expresión de la bomba.^11,12 Probablemente, el grupo butilglicilamida interfiere con la expulsión. Sin embargo, la tigeciclina puede ser afectada por sistemas de bombeo de múltiples fármacos, codificados a nivel cromosómico en Pseudomonas aeruginosa y miembros del género Proteus.^13,14

Estudios amplios, como el Tigecycline Evaluation and Surveillance Trial (Programa de Prueba de 2004) y otros que incluyeron más de 44 000 especímenes identificados en casos clínicos, demostraron que la tigeciclina es muy efectiva contra la mayor parte de las especies bacterianas, tanto grampositivas como gramnegativas (tabla 1).^15,17 No obstante, para la mayoría de las especies sobre las cuales se dispone de valores de referencia de sensibilidad se hallaron cepas resistentes en baja proporción. En un grupo de más de 11 000 muestras en las cuales se identificó Enterobacteriaceae, la distribución de la CIM para la tigeciclina se halló generalmente desplazada para los micoorganismos resistentes, comparados con los que resultaron sensibles. Este hecho sugirió algún grado de resistencia cruzada entre tetraciclina y tigeciclina.¹⁶ El mismo efecto se observó en otro estudio, en un número pequeño de muestras que contenían el promotor tet para bombas de expulsión.¹⁰ La presencia de tet(M) parece resultar en valores de CIM algo mayores para la tigeciclina. El estudio sobre S. aureus mostró un efecto similar en presencia de tet(K) o tet(M), pero otro trabajo no confirmó esos resultados.^10,18

Algunas bacterias tienen menos sensibilidad a la tigeciclina. La reducción de la sensibilidad parece vincularse con la presencia de bombas de flujo activo de múltiples fármacos. Pseudomonas aeruginosa es uno de los patógenos más importantes que muestra sensibilidad reducida a la tigeciclina. Experimentos con cepas cerentes de los sistemas de bombeo activo, hallados con frecuencia en esta especie, confirmaron que la bomba MexXY se asoció específicamente con menor resistencia a la tigeciclina, ya que la inactivación del sistema de expulsión MexXY resultó en descenso de la CIM de 8 μg/ml a menos de 1 μg/ml.¹³ La actividad mutagénica de un transposón en una muestra de Proteus mirabilis produjo una cepa mutante con CIM 16 veces menor. El mapeo reveló inactivación del gen acrB para la bomba de flujo activo AcrAB, homólogos a los de Escherichia coli.¹⁹ Una mutación similar en una muestra de Morganella morganii con una CIM de 4 μg/ml mostró que la inactivación de acrA, que codifica la bomba de flujo activo AcrAB, resultó en descenso de la CMI a 0.03 μg/ml.¹⁴ El análisis de una muestra de Klebsiella pneumoniae con CIM de 4 μg/ml y actividad mutagénica del transposón, también resultó en la sobreexpresión de un regulador, RamA. La sobreexpresión de ramA se correlacionó con aumento de la expresión de la bomba de flujo activo AcrAB. Pudo inducirse resistencia in vitro con una frecuencia de 4 x 10^-8.²⁰ Si se alcanzara la misma frecuencia de resistencia in vivo y otras especies bacterianas también la presentaran, ello resultaría en una preocupante ocurrencia elevada y, además, puede esperarse el aumento relativamente rápido de resistencia con el incremento del uso de la tigeciclina.

Se realizó la selección in vitro de mutantes para las cepas resistentes a meticilina de Staphilococcus aureus N315 y Mu3. Esta última posee un gen tetM, pero no resulta en la expresión de resistencia a la tigeciclina.^10,18,21 Fue posible inducir un aumento escalonado de 16 y 32 veces, repectivamente, en la CMI para tigeciclina a lo largo de un período de 16 días. El perfil transcripcional mostró un incremento de 100 veces en la expresión de la agrupación génica (cluster) mepRAB (para proteína de exportación de múltiples fármacos). Previamente, el gen mepA fue denominado svrA y correspondía a un regulador de virulencia estafilocócico, sin haber sido identificado como una bomba de flujo activo.²² La agrupación génica codifica un regulador transcripcional de tipo MarR (mepR), una nueva bomba de expulsión de la familia MATE (mepA) y una proteína supuesta de función desconocida (mepB). El sistema Mar es bien conocido en las bacterias gramnegativas. Entre otras acciones, disminuye la expresión de la porina OmpF en la membrana externa y aumenta la de la bomba de expulsión. Ello resulta en concentraciones menores de compuestos tóxicos en la célula, incluidos el cloranfenicol y la tetraciclina.²³ La familia MATE corresponde a bombas de flujo activo de diversos fármacos y sustancias tóxicas.²⁴ La sobreexpresión de mepA resultó en un incremento de 4 veces en la CIM, lo que indicó que la bomba puede expulsar la tigeciclina. La secuenciación de mepR reveló una mutación puntual en la cepa N315 y deleción de 4 pares de bases en la cepa Mu3, ambas causantes de detención anticipada, que podría producir su inactivación; este hecho sugiere que el gen mencionado codifica un represor de mepA. La transcripción de mepA resulta incrementada entre 50 y 200 veces. La complementación con mepR disminuyó la expresión de mepA 57 a 87 veces, y se tradujo en una CIM para tigeciclina 4 a 8 veces menor. Este hallazgo sugiere que otras mutaciones desempeñan un papel en el descenso de la sensibilidad a dicho antibacteriano. Apoya esta suposición el análisis de la transcripción, que demostró que una cantidad de diversos genes involucrados en el metabolismo y la respuesta al estrés también mostraron alteración en su expresión. La cepa mutante Mu3 mostró crecimiento más lento que su progenitora, pero es incierto el grado en que ello contribuye a la resistencia a la tigeciclina. Además, hubo expresión 40 veces superior del gen tet(M) debido a deleción en un stem-loop responsable de la regulación transcripcional. Sin embargo, ese incremento en su expresión no pareció ser suficiente para producir elevación significativa de la CIM para tigeciclina. Por lo tanto, la sobreexpresión de mepA puede ser el principal mecanismo de aumento de la CIM para tigeciclina en los experimentos descritos.²⁵

La tigeciclina puede ser modificada por TetX, una monooxigenasa dependiente de la flavina, lo que produce resistencia. El gen tet(X) está presente en Bacteroides fragilis y se cree que no representa una amenaza para el uso del antibacteriano.²⁶

En resumen, parece probable que la modificación de los ribosomas no desempeñe un papel importante en la resistencia a la tigeciclina, al igual que las bombas de flujo activo codificadas por el gen tet de hallazgo frecuente. Sin embargo, los sistemas de bombeo de múltiples fármacos hallados en la mayoría de las especies parecen tener participación en la resistencia a la tigeciclina. Los cuales son ubicuos entre las bacterias y es razonable suponer el aumento relativamente rápido de resistencia con el incremento del uso del antibacteriano mencionado.

Bibliografía del artículo
1. Chopra I, Hawkey, PM, Hinton M. Tetracyclines, molecular and clinical aspects. J Antimicrob Chemother 1992; 29(3):245-77.
2. Website. http://www.fda.gov/cder/rdmt/InternetPriority05.htm [Accessed 5-30-2006].
3. Petersen PJ, Jacobus NV, Weis WJ, Sum PE, Testa RT. In vitro and in vivo antibacterial activities of a novel glycylglycine, the 9-t-butylglycylamido derivative of minocycline (GAR-936). Antimicrob Agents Chemother 1999; 43(4):738-44.
4. Schnappinger D, Hillen W. Tetracyclines: antibiotic action, uptake, and resistance mechanisms. Arch Microbiol 1996; 165(6):359-69.
5. Chopra I, Roberts M. Tetracycline antibiotics: mode of action, applications, molecular biology, and epidemiology of bacterial resistance. Microbiol Mol Biol Rev 2001; 65(2):232-60.
6. Projan SJ. Preclinical pharmacology of GAR-936, a novel glycylcycline antibacterial agent. Pharmacother 2000; 20(9Pt2):219S-23S.
7. Sum PE, Sum FW, Projan SW. Recent developments in tetracycline antibiotics. Curr Pharm Des 1998; 4(2):119-32.
8. Rasmussen BA, Gluzman Y, Tally FP. Inhibition of protein synthesis occurring on tetracycline-resistant, TetM-protected ribosomes by a novel class of tetracyclines, the glycylcyclines. Antimicrob Agents Chemother 1994; 38(7):1658-60.
9. Bauer G, Berens C, Projan SJ Hillen W. Comparison of tetracycline and tigecycline binding to ribosomes mapped by dimethylsulphate and drug-directed Fe2+ cleavage of 16S rRNA. J Antimicrob Chemother 2004; 53(4):592-9.
10. Fluit AC, Florijn A, Verhoef J. Milatovic D. Presence of tetracycline resistance determinants and susceptibility to tigecycline and minocycline. Antimicrob Agents Chemother 2005; 49(4):1636-8.
11. Someya Y, Yamaguchi A, Sawai T. A novel glycylcycline, 9-(N,N-dimethylglycylamido)-6-demethyl-6-deoxytetracycline, is neither transported nor recognized by the transposon Tn10-encoded metal-tetracycline/H+ antiporter. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39(1):247-9.
12. Hirata T, Saito A, Nishino K, Tamura N, Yamaguchi A. Effects of efflux transporter genes on suscpetibility of Escherichia coli to tigecycline (GAR-936). Antimicrob Agents Chemother 2004; 48(6):2179-84.
13. Dean CR, Visalli MA, Projan SJ, Sum PE, Bradford PA. Efflux-mediated resistance to tigecycline (GAR-936) in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Antimicrob Agents Chemother 2003; 47(3):972-8.
14. Ruzin A, Keeney D, Bradford PA. AcrAB efflux pump plays a role in decreased susceptibility to tigecycline in Morganella morganii. Antimicorb Agents Chemother 2005; 49(2):791-3.
15. Hoban DJ, Bouchillon SK, Johnson BM, Johnson JL, Dowzicky MJ. In vitro activity of tigecycline against 6792 Gram-negative and Gram-positive clinical isolates from the global Tigecycline Evaluation and Surveillance Trial (TEST Program 2004). Diagn Microbiol Infect Dis 2005; 52(3):215-27.
16. Fritsche TR, Strabala PA, Sader HS, Dowzicky MJ, Jones, RN. Activity of tigecycline tested against a global collection of Enterobacteriaceae, including tetracycline-resistant isolates. Diagn Microbiol Infect Dis 2005; 52(3):209-13.
17. Sader HS, Jones RN, Stilwell, MG, Dowzicky MJ, Fritsche TR. Tigecycline activity tested against 26,474 bloodstream infection isolates: a collection from 6 continents. Diagn Microbiol Infect Dis 2005; 52(3):181-6.
18. Jones CH, Tuckman M, Howe AYM, et al. Diagnostic PCR analysis of the occurrence of methicillin and tetracycline resistance genes among Staphylococcus aureus isolates from phase 3 clinical trials of tigecycline for complicated skin and skin structure infections. Antimicrob Agents Chemother 2006; 50(2):505-10.
19. Visalli MA, Murphy E, Projan SJ, Bradford, PA. AcrAB multidrug efflux pump is associated with reduced levels of susceptibility to tigecycline (GAR-936) in Proteus mirabilis. Antimicrob Agents Chemother 2003; 47(2):665-9.
20. Ruzin A, Visalli MA, Keeney D, Bradford PA. Influence of transcriptional activator RamA on expression of multidrug efflux pump AcrAB and tigecycline susceptibility in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother 2005; 49(3):1017-22.
21. Petersen PJ, Jacobus NV, Weiss WJ, Sum PE, Testa RT. In vitro and in vivo antibacterial activities of a novel glycylclycine, the 9-t-butylglycylamido derivative of minocycline (GAR-936). Antimicrob Agents Chemother 1999; 43(4):738-44.
22. Garvis S, Mei JM, Ruiz-Albert J, Holden DW. Staphylococcus aureus svrA: a gene required for virulence and expression of the agr locus. Microbiol 2002; 148(10):3235-43.
23. Schmitz F-J, Fluit AC. Mechanisms of resistance. In: Infectious Diseases. Armstrong D, Cohen S eds. Mosby 1999, p. 7.2.1-14.
24. Morita Y, Kodama K, Shiota S, et al. NorM, a putative multidrug efflux protein, of Vibrio parahaemolyticus and its homolog in Escherichia coli. Antimicrob Agents Chemother 1998; 42(7):1778-82.
25. McAleese F, Petersen P, Ruzin A, et al. A Novel MATE family efflux pump contributes to the reduced susceptibility of laboratory-derived Staphylococcus aureus mutants to tigecycline. Antimicrob Agents Chemother 2005; 49(5):1865-71.
26. Moore IF, Hughes DW, Wright GD. Tigecycline is modified by the flavin-dependent mooxygenase TetX. Biochem 2005; 44(35):11829-35.